Université Paris-Saclay
Schools : Biologie, médecine, pharmacie, Ingénierie, sciences et technologies de l’information
MasterBiologie Santé
M1 Biologie Santé
EN1142 UE « Introduction aux méthodes d’Imagerie) 50h.
M2 Signalisation Cellulaire et Neurosciences (SCN).
Contacts : DANIEL Hervé – herve.daniel@u-psud.fr ; M. BENIHOUD Karim – karim.benihoud@u-psud.fr ; Mme BOUILLAULT Martine – martine.bouillault@u-psud.fr.
Parcours neurosciences : 6 UEs à choix.dont :.
UE – Electrophysiologie et Imagerie fonctionnelle (cours illustré)
Description du contenu de l’enseignement : L’objectif de cette unité d’enseignement est de présenter des problématiques de recherche utilisant des approches d’électrophysiologie et d’imagerie fonctionnelles variées, appliquées à des cellules excitables ou non (animales ou végétales), utilisées dans le domaine de la Signalisation cellulaire en général et des Neurosciences en particulier. Chaque séance (3h) permet de présenter un thème de recherche: problématique et méthodologie spécifique sous forme de cours-démonstration (7 demi-journées) et d’initier les étudiants à la mise en œuvre effective de ces techniques d’électrophysiologie et d’imagerie fonctionnelle. Prérequis : Formation initiale en Electrophysiologie.
Plan des enseignements :
1-2. Récepteurs purinergiques de type 7 (P2X7) et récepteurs métabotropiques du glutamate (mGluR4) du cortex cérébelleux de rongeur, technique de patch-clamp et mesures des variations de calcium cytosolique présynaptiques.
3. Exocytose et flux ioniques des cellules du système immunitaire, mesures de la capacitance électrique de leur membrane cytoplasmique, technique du patch-clamp.
4. Canaux mécano-sensibles et de canaux anioniques voltage-dépendants de la membrane plasmique de la plante modèle Arabidopsis thaliana, technique de patch-clamp.
5. Potentiels évoqués auditifs dans le tronc cérébral de rat.
6. Etude du générateur respiratoire dans le tronc cérébral de souris : technique de patch-clamp et imagerie calcique.
7. Neurones d’horloge dans le cerveau de drosophile, imagerie calcique.
Compétences à acquérir : Compréhension des concepts et des approches méthodologiques complémentaires d’électrophysiologie et imagerie fonctionnelle.
Modalités d’organisation et de suivi.
Responsable : Hervé Daniel
Equipe pédagogique : H. Daniel, O. Dellis, J.M. Edeline, G. Fortin, J.M. Frachisse, M. Galante, H. McLean, O. Nüsse, F. Rouyer.
Langue : Français .
Volume horaire : CM : 25h, all : 25h.
Mode de contrôle des connaissances : Session 1 et Session 2 : Examen écrit (1,5h). F = 1 EE.
.
UE – Atelier d’Electrophysiologie et d’Imagerie fonctionnelle.
Description du contenu de l’enseignement : L’objectif de cette unité d’enseignement est de mettre en oeuvre des approches d’électrophysiologie et/ou d’imagerie fonctionnelle lors d’un stage d’immersion dans une problématique spécifique au sein d’un laboratoire de recherche.
Prérequis : Formation initiale théorique en Electrophysiologie et Imagerie fonctionnelle, et particulièrement, suivi de l’unité d’enseignement théorique « Electrophysiologie et Imagerie fonctionnelle (cours illustré) ».
Thèmes de recherche proposés:
1-2. Récepteurs purinergiques de type 7 (P2X7) et récepteurs métabotropiques du glutamate (mGluR4) du cortex cérébelleux de rongeur, technique de patch-clamp et mesures des variations de calcium cytosolique présynaptiques.
3. Exocytose et flux ioniques des cellules du système immunitaire, mesures de la capacitance électrique de leur membrane cytoplasmique, technique du patch-clamp.
4. Canaux mécano-sensibles et de canaux anioniques voltage-dépendants de la membrane plasmique de la plante modèle Arabidopsis thaliana, technique de patch-clamp.
5. Potentiels évoqués auditifs dans le tronc cérébral de rat.
6. Etude du générateur respiratoire dans le tronc cérébral de souris: technique de patch-clamp et imagerie calcique.
7. Neurones d’horloge dans le cerveau de drosophile, imagerie calcique.
Compétences à acquérir : Mise en oeuvre des concepts et des approches méthodologiques complémentaires d’électrophysiologie et imagerie fonctionnelle.
Modalités d’organisation et de suivi.
Responsable: Hervé Daniel
Equipe pédagogique: C. Berrier, H. Daniel, O. Dellis, J.M. Edeline, G. Fortin, J.M. Frachisse, M. Galante, H. McLean, O. Nüsse, F. Rouyer.
Langue. : Français.
Volume horaire. : TP : 25h, all : 25h .
Mode de contrôle des connaissances. : Session 1 : Rapport écrit et soutenance orale. F = 1 EO – Session 2 : Oral. F= 1 EO.
.
UE – Bioimagerie : traitement et analyse des images biologiques digitales.
Description du contenu de l’enseignement. :
. Connaissances :
1/ bases théoriques nécessaires à l’interprétation des images digitales : Image digitale (numérique), formats d’image, échantillonnage, fonctions de convolution, déconvolution, signaux périodiques et non périodiques, filtres et quantification de l’information (segmentation, granulométrie, calcul des contrastes et du rapport signal/bruit, théorie de la corrélation d’images et approches statistiques de la co-localisation).
2/ Initiation à la reconstruction 3D : combinaison d’images, méthodes de rétroprojection, méthodes itératives.
Savoir-faire :
Utilisation d’ImageJ (Fiji) : Installation, images en RGB, séparation et combinaison de canaux, segmentation par seuillage, granulométrie, quantification sur gels de protéines et sur images de microscopie, déconvolution, études des co-localisations intracellulaires, filtres, obtention de signaux périodiques, simulation de projections, reconstruction 3D à partir des données projetées, programmation en langage Macro en incluant la construction d’interfaces utilisateurs, visualisation de volumes…
Savoir-être :
Comment argumenter (les preuves versus les opinions : raisonnements, faits, exemples)
Compétences à acquérir : Acquisition de compétences permettant de visualiser et d’interpréter correctement des images biologiques, et d’en obtenir des données quantitatives. Automatisation des tâches grâce au langage macro du logiciel ImageJ.
Modalités d’organisation et de suivi.
Co-responsables de l’UE : Frédéric Coquelle, Maître de Conférences UPSud, Sergio Marco, Directeur de Recherche Inserm
Cet enseignement se tiendra sur 1 semaine, à temps plein. Chaque nouveau concept sera immédiatement appliqué sur des cas concrets en utilisant des ordinateurs et les logiciels ImageJ et Fiji. Méthodologie d’enseignement active (Jean Piaget, John Dewey et Kurt Lewin) par combinaison des méthodes pédagogiques maïeutiques, d’enseignement par le débat (Oscar Brenifier) et d’enseignement en spirale (J.C. Bruner).
Langue : Français .
Volume horaire : CM : 10h, TP : 15h .
Mode de contrôle des connaissances : Session 1 et Session 2 : Examen théorique et pratique réalisé à l’ordinateur (durée : 4 heures)..
M2 Biologie cellulaire et développement / Gene Cell Development (GCD)
Contacts : Mme MONSORO-BURQ Anne – anne.monsoro-burq@u-psud.fr ; Mme GUENAL Isabelle – isabelle.guenal@uvsq.fr.
Semestre 3 P2
UE – Bioimagerie : traitement et analyse des images biologiques digitales.
Description du contenu de l’enseignement. : voir ci-dessus
M2 Imagerie Biomédicale (IM)
Contacts : M. DURAND Emmanuel – emmanuel.durand@u-psud.fr ; M. LEBON Vincent – vincent.lebon1@u-psud.fr ; Mme HOURI Nathalie – sec-master-phy-med.medecine@u-psud.fr.
Ce M2 est un peu à la marge de l’imagerie cellulaire mais il prépare également à des techniques spécifiques de l’imagerie pré-clinique. L’objectif principal est de former à l’imagerie médicale des médecins qui souhaitent poursuivre une carrière hospitalo-universitaire ou des physiciens qui souhaitent orienter leur carrière dans ce champ de recherche (le recrutement des physiciens se faisant via la mention Physique ou ECIS de Paris Sud). Les objectifs de formation sont essentiellement tournés vers les méthodes et l’instrumentation, s’appuyant sur l’expertise unique disponible sur le plateau de Saclay (physiciens de Paris Sud, des grandes écoles et des organismes de recherche dont le CNRS et le CEA). Le traitement d’images représente toutefois une partie importante du programme (contributions de chercheurs de l’INSERM, du CEA et de l’Ecole Nationale Supérieure des Télécommunications). En termes d’objectifs professionnels, l’objectif est d’accompagner la formidable explosion que connaissent les méthodes d’imagerie médicale ces dernières décennies aussi bien dans le domaine de la recherche que du diagnostic clinique. Les étudiants que nous formons devront être capables non seulement de comprendre les méthodes d’imagerie médicale, mais de les adapter aux conditions particulières des différents protocoles de recherche, voire d’en développer de nouvelles. Les médecins devront également être capables de comprendre les méthodes d’imagerie et la signification physique et physiologique des images obtenues.
M2 Ingénierie et Chimie des Biomolécules (ICBM)
Contacts : M. MINARD Philippe – Philippe.minard@u-psud.fr ; M. VAN TILBEURGH Herman – Herman.Van-Tilbeurgh@u-psud.fr ; Mme BOUILLAULT Martine – martine.bouillault@u-psud.fr.
S3 – Semestre 3 P12 : 5 UEs à choix dont :
UE – Techniques spectroscopiques appliquées aux biomolécules – UPSud
Description du contenu de l’enseignement
Partie théorique 20h – Présentation des techniques : – Spectroscopie vibrationnelles (IR, Raman) ; – Abs, Fluo, spectro & microscopie ; – Diffusion de lumière /DLS, DC, résonnance de plasmons de surface, ITC ; -AFM, couplageIR ; – Caractérisation de l’env des centres métalliques si TP associé
Partie pratique 20h
Activité 1 – Caractérisation de la structure des protéines
• Dichroïsme circulaire
• Spectroscopie Vibrationnelle et IR
• Fluorescence stationnaire ou anisotropie
si protéine à centre métallique : environnement du centre métallique RPE et potentiel redox
Activité 2 : Interaction avec un partenaire (une protéine ou un ligand)
• Diffusion de lumière
• Electrophorèse
• Biacore
• Fixation de ligand par ITC
• Stopped Flow
Activité 3 : Localisation et interaction dans l’environnement cellulaire
• Analyse de l’interaction protéine-protéine par les différentes techniques de FRET (microscopie de fluo)
• Localisation et caractérisation chimique de composants cellulaires (AFM couplée IR/ AFMIR)
Compétences à acquérir : Comprendre l’apport des techniques spectroscopiques, des microscopies et des approches physicochimiques dans l’étude de systèmes biologiques in vitro jusqu’à l’intégration dans la dimension cellulaire. Etude de quelques exemples pour découvrir en pratique ces techniques.
Modalités d’organisation et de suivi
Equipe enseignante : ERARD Marie, MCF, CNU 31, LCP ; BRUN Emilie, MCF, CNU 31, LCP ; BERNAD Sophie, MCF, CNU 31, LCP ; DENISET Ariane, MCF, CNU 30, LCP ; DAZZI Alexandre, MCF, CNU 30, LCP ; ERARD Marie, MCF, CNU 31, LCP ; SICARD Cécile, MCF, CNU 31, LCP
Langue : Français
Volume horaire : CM : 20h, TP : 20h, homeWork : 15h
Pré-requis obligatoires : Connaissances de bases en chimie et en biologie (L)
Mode de contrôle des connaissances : Session 1 : F = 0,5 Examen Oral + 0,5 CR TP – Session 2 : F = 0,5 Examen Oral + 0,5 CR TP (session1)
Master Bioinformatique
M2 Biologie Computationnelle – Analyse, Modélisation et Ingénierie de l’Information Biologique et Médicale (AMI2B)
Contacts : Mme FROIDEVAUX Christine – Christine.Froidevaux@u-psud.fr ; M. LESPINET Olivier – Olivier.Lespinet@u-psud.fr ; Mme DROUET Catherine – catherine.drouet@igmors.u-psud.fr.
S3 – Semestre 3 : 5 UE au choix dont :
UE – Analyse d’Images en Biologie
Objectifs : Le but général est de permettre aux étudiants de comprendre et d’analyser l’information contenue dans des images obtenues par différentes techniques d’imagerie, utilisées en biologie (CAT-SCAN, AFM, microscopies photoniques et électroniques, etc.).
Contenu : Les étudiants deviennent familiers de la manipulation d’images numériques, et des méthodes pour leur traitement et leur analyse quantitative. Les étudiants acquièrent un esprit critique sur les informations qui peuvent être obtenues des images numériques et sur les artefacts qui peuvent apparaître pendant leur traitement et leur analyse, afin de pouvoir interpréter correctement, extraire et quantifier les informations contenues dans les images biologiques.
Compétences à acquérir : Compréhension et analyse de l’information contenue dans des images obtenues par différentes techniques d’imagerie, utilisées en biologie
Modalités d’organisation et de suivi
Coordinateur : Sergio Marco, DR, INSERM
Equipe pédagogique : Frédéric Coquelle, MC, Univ. Paris Sud
Langue : Français
Volume horaire : CM : 7h, TP : 5h, TD : 8h
Mode de contrôle des connaissances : Session 1 et session 2 : examen écrit (avec ordinateur)
Schools : Sciences fondamentales
Master Physique
M1 / M2 Monabiphot (Photonique moléculaire pour les bio et nanotechnologies)
Contacts : Mme LEDOUX-RAK Isabelle – ledoux@lpqm.ens-cachan.fr ; M. LAI Ngoc Diep – nlai@lpqm.ens-cachan.fr
La photonique moléculaire a pour objet l’étude des interactions lumière-matière dans les systèmes moléculaires (molécules, macromolécules, membranes, cellules) naturels ou artificiels, dans un but à la fois fondamental et applicatif. L’objectif de ce Master est de dispenser aux étudiants une formation pluridisciplinaire, fondée sur un substrat scientifique commun, la photonique moléculaire, appliquée à la nanobiologie et aux technologies de l’information. La photonique moléculaire constitue le socle commun à un ensemble de formations relevant de 3 disciplines : la physique (en particulier l’optique et l’électronique), la chimie et la biophotonique. Dans ce contexte, ce Master assure la formation de futurs chercheurs ou ingénieurs aux fondements théoriques et à la pratique expérimentale de technologies génériques situées en amont de la nanobiologie et des télécommunications et présentant la caractéristique commune de faire appel à des principes de photonique moléculaire au niveau de l’élaboration et du fonctionnement des matériaux et des dispositifs.
MONABIPHOT
Tronc commun
– English : Ects 3 – CM 30h
– Light-Matter Interactions : Ects 3 – CM 30h
– Molecules and Interactions : Ects 5 – CM 50h
– Introduction to Nanophotonics : Ects 5 – CM 50h
14 Ects au choix dont :
– Biosensors : Ects 5 – CM 50h
– Fluorescence in Biology : Ects 5 – CM 50h
– Ion Channel Recording using biochip technology : Ect 5 – CM 34h – TP 16h
– Microwaves and Photonics : Ects 5 – CM 38h – TP 12h
– Photonic devices : Ects 5 – CM 50h
– Signal processing : Ects 5 – CM 50h
– Neurophotonics : Ects 2 – CM 20h
– Nonlinear Optics : Ects 3 – CM 22h – TD 8h
– Introduction to microfluidics – Ects 4 – CM 28h – TP 12h
– Light-Matter Interactions advanced : Ects 2 – CM 20h
– Practical work in optics : Ects 2 – TP 24h
ENSTA
